ARN polymérase

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ARN polymérase (ARNP)
Concept
RNA Polymerase.png
Informations
Terme anglais RNA polymerase
Spécialités Biochimie, Médecine génétique

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Essentielle à la survie cellulaire de tous les organismes, la transcription est le processus de synthèse de l'ARN à partir de l'ADN génomique. Au cœur de cette activité se retrouve une enzyme appelée ARN polymérase (ARNP). L'ARNP est présente dans tous les organismes vivants (bactéries, archées et eucaryotes) ainsi que dans de nombreux virus. Ces différentes ARNP partagent toutes des séquences et des structures protéiques, et des mécanismes moléculaires similaires. [1] La fonction de l'ARNP est de transcrire l'ADN en nombreux types d'ARN différents: ARNm, ARNt, ARNr, ARNs, snoRNA et d'autres ARN non codants. L'ADN brin matrice est lu dans le sens 3' à 5' tandis que la synthèse d'ARN se produit dans le sens 5' à 3'. Les ARNP sont des enzymes très abondantes qui catalysent la formation de liaisons phosphodiester reliant les ribonucléotides ensemble, produisant ensuite une chaîne linéaire. L'ARNP utilise des nucléosides triphosphates (rATP, rCTP, rUTP et rGTP) comme substrats.

Alors que les bactéries (procaryotes) et les archées ne contiennent qu'un seul ARNP, les eucaryotes en contiennent trois : l'ARN polymérase I (ARNPI), l'ARN polymérase II (ARNPII) et l'ARN polymérase III (ARNPIII). [1] Bien qu'il existe des différences drastiques entre ces trois enzymes, elles ont également de nombreuses similitudes. En effet, elles partagent trois sous-unités hautement conservées. Ainsi, les scientifiques ont pu déterminer de nombreuses structures et fonctions importantes des ARNP en étudiant les bactéries et les levures qui sont des organismes beaucoup plus simples.

Le pourcentage de transcrit d’ARN provenant de ces polymérases varie grandement d’une enzyme à l’autre. L’ARNPI transcrit environ 75 % de l’ARN total de la cellule, 10 % pour l’ARNPII et 15 % pour l’ARNPIII. [2] Les trois polymérases présentent une grande homologie entre elles. Elles contiennent respectivement 14, 12 et 17 sous-unités. Toutefois, même si l’ARNPII ne transcrit que pour 10 % de l’ARN total, c’est l’enzyme la plus étudiée des trois. Les informations acquises au fil du temps ont été effectué à partir de la levure Saccharomyces cerevisiae qui est l'organisme modèle dans ce champ d'étude. Ainsi dans la présente page, les informations sur le mécanisme de fonctionnement général de l'ARNP proviennent principalement de celles obtenues chez la levure.

1 Structure et mécanisme moléculaire[modifier | w]

Les trois polymérases présentent une grande homologie entre elles. Elles contiennent respectivement 14, 12 et 17 sous-unités. Toutefois, même si l’ARNPII ne transcrit que pour 10 % de l’ARN total, c’est l’enzyme la plus étudiée des trois. Au tournant des années 2000, des avancements majeurs ont été effectués lorsque le structure tridimensionnelle de l’enzyme a été déterminée. Ces résultats ont grandement aidé et permis une meilleure compréhension de la transcription à l’échelle protéique et atomique.

La détermination de la structure de l’ARNPII a donc permis d’observer que la morphologie de l’enzyme est très similaire à celle observée avec l’ARN polymérase de la bactérie Thermus aquaticus, c’est-à-dire une forme en pince de crabe. [3] La surface de l’enzyme possède une charge totale négative, tandis que l’intérieur de la pince, correspondant à la surface de contact avec l’ADN, est de charge positive. L’enzyme peut être divisée en quatre modules mobiles (core, jaw lobe, clamp et shelf). [4] Le premier module, appelé le core, correspond à la moitié de la masse de l’enzyme et à l’endroit où l’ADN s’insère, et au site catalytique. Dans ce module, un tunnel est aussi présent et correspond à la porte d’entrer aux nucléotides dans le site actif ainsi que de porte de sortie pour l’ARN synthétisé lorsque l’ARNPII effectue une marche en arrière (backtrack).

Le second module est le clamp correspond au pouce de la pince de crabe. Il est attaché au cleft, ce qui permet un mouvement de 14 Å du clamp afin que celui-ci se referme sur le cleft. [5] [6]. De plus, à la base du clamp, on retrouve une cavité correspondant au canal de sortie de l’ARN synthétisé. La région au bout de la pince appelée jaws est divisée en deux modules, soit le jaw lobe et le shelf. Ces deux modules servent à agripper l’ADN lorsque le clamp est refermé sur celui-ci.

Des éléments intéressants du site actif ont aussi été observés et permettent de comprendre le mécanisme de transcription de l’ARNPII. [7] Le site actif se situe au font de la pince via le cleft et implique plusieurs boucles avec des rôles très précis dans la formation et le maintien de la bulle de transcription. Cette dernière correspond à une longueur d’environ 15 pairs de base (bp) d’ADN et de huit résidues pour l’hybride ADN-ARN. Comme attendu, deux ions Mg2+ sont aussi présents. [8] Ces derniers sont en interaction stable avec plusieurs acides aminés de l’ARNPII. Ces résidus sont importants dans la réaction catalytique de l’ARNPII, car ils servent à stabiliser l’état transitoire durant la formation du lien phosphodiester. [9]

La synthèse de l’ARN peut se décrire en quatre étapes en forme de cycle qui requièrent un réarrangement global du site actif. [10]

  1. La première consiste à la sélection du nucléotide triphosphate (NTP). La molécule s’accroche dans un site transitoire qui est libéré, puis le trigger se déplace sur ce site afin de le fermer, ce qui a pour but de positionner le NTP. [11] [12] [13] Dans le cas d’un mauvais NTP, le trigger reste ouvert. Il est aussi important de noter que le site actif possède une affinité au moins 5000 fois plus grande pour les NTP que pour les désoxyribonucléotides (dNTP). [14]
  2. La deuxième étape correspond à l’ajout du NTP à la fin 3’ de l’ARN naissant à l’aide d’une réaction nucléophile par l’ion Mg2+. [9] [15]
  3. L’étape suivante se résume au relâchement d’un pyrophosphate du NTP à l’aide du métal B, ce qui a pour effet de forcer un réarrangement du trigger pour le mettre dans une position ouverte. [16] [17]
  4. Enfin, la dernière étape est la translocation de l’ARNPII sur l’ADN afin de libérer le bout 3’ de l’ARN. Comme le site catalytique est bloqué par le nouveau NTP ajouté, il y a un changement de conformation à la fois du bridge et du trigger qui permet le mouvement. [14] [18] [19] [20] [21]

2 Erreurs de transcription[modifier | w]

Des problèmes préoccupants surviennent lorsque l'ARNP fait une mauvaise transcription, aussi connue sous le nom d'infidélité de la transcription. Cependant, ce domaine de recherche a été difficile à étudier car l'erreur de traduction est significativement plus élevée, obscurcissant les résultats phénotypiques. [22] Parallèlement à la mauvaise incorporation de ribonucléotides, un autre mécanisme d'infidélité de la transcription implique un glissement de l'ARNP lors de l'élongation en présence de séquence A/T riches, perturbant ainsi les cadres de lecture.

Contrairement à l'ADN polymérase, l'ARNP engendre davantage d'erreur de synthèse. En effet, une erreur est commise tous les 10 000 nucléotides tandis que l'ADN polymérase fait une erreur à tous les 10 000 000 nucléotides. Malgré une précision moindre, l'ARNP dispose d'un mécanisme de relecture. L'ARNP peut effectuer une marche en arrière (backtrack), exciser le ribonucléotide mal incorporé et insérer le nucléotide approprié. [1]

3 Importance clinique[modifier | w]

3.1 Test biomédical[modifier | w]

Les anticorps anti-ARNP peuvent être achetés commercialement et sont couramment utilisés dans les laboratoires pour détecter la présence des sous-unités des différents ARNP.

De plus, les anticorps de l'ARNPIII sont considérés comme hautement sensibles et spécifiques à la sclérodermie systémique ou à la sclérodermie et sont également associés à la sclérodermie cutanée diffuse et à la crise rénale de la sclérodermie. Au sein de la population de sclérodermie cutanée diffuse, la présence d'anticorps contre l'ARNPIII est en corrélation avec une diminution du temps d'apparition des symptômes initiaux et un pic d'épaississement cutané. [23] Ainsi, les patients porteurs d'anticorps anti-ARNPIII courent un risque plus élevé de développer une crise rénale sclérodermique. [24]

3.2 Pathologies en lien avec l'ARN polymérase[modifier | w]

Les maladies les plus connues qui ont un lien avec l'ARN polymérase résultent de mutations fonctionnelles dans les ribosomes ou dans les facteurs associés à l'ARNPI. [25] Ces maladies sont appelées ribosomopathies et comprennent[25] :

Il existe également d'autres ribosomopathies associées à des mutations affectant le traitement et la modification de l'ARN, dont :

Malheureusement, les ribosomopathies sont rares donc très peu étudiées et le traitement est généralement palliatif plutôt que curatif. [25]

3.3 Antibiotique[modifier | w]

La prévention de l'expression des gènes est l'un des moyens par lesquels les antibiotiques peuvent tuer les bactéries. La transcription étant un processus essentiel pour tous les organismes. Ainsi, le mécanisme de transcription est une cible extrêmement attrayante pour le développement de nouveaux antibiotiques. La rifampicine est un antibiotique couramment utilisé contre Mycobacterium tuberculosis. Appartenant à la classe d'antibiotiques ansamycine, la rifampicine se lie à la sous-unité bêta de l'ARNP au sein du canal ADN/ARN et empêche la formation de la deuxième ou troisième liaison phosphodiester, bloquant par la suite la synthèse d'ARN. Cependant, les bactéries ont rapidement évolué pour développer une résistance à la rifampicine. Les mutations au sein de la sous-unité bêta de l'ARNP (S531L, H526Y et D516V) représentent respectivement environ 41, 36 et 9% des souches de tuberculose résistantes.[26] D'autres antibiotiques qui bloquent la synthèse d'ARN incluent la sorangicine et la GE23077.[27]

Un autre antibiotique couramment utilisé est la fidaxomicine. Elle se lie également à l'ARNP de Clostridium difficile. Au lieu de la sous-unité bêta, la fidaxomicine se lie à la région de commutation de l'enzyme.[28] Le mécanisme proposé est que la fidaxomicine induit un changement de structure de l'enzyme empêchant la reconnaissance des éléments aux promoteurs des gènes. D'autres antibiotiques qui ciblent également la région de commutation de l'ARNP comprennent les squaramides, la myxopyronine, la corallopyronine et la ripostatine.[27] Bien que très peu d'antibiotiques aient atteint le marché clinique, il existe également de nombreux autres antibiotiques qui inhibent la transcription par divers processus. La série SB-2 perturbe l'assemblage des holoenzymes, la pseudoridmycine est un analogue nucléosidique et les salinamides ciblent les éléments mobiles du canal principal de l'enzyme. [27]

Parallèlement à l'inhibition de la transcription procaryote, les chercheurs ont découvert plusieurs composés qui ciblent les ARNP des eucaryotes. L'actinomycine D est un antibiotique bactérien utilisé comme réactif antitumoral. Il intercale l'ADN, empêchant ainsi la progression des ARNP bactériens et de l'ARNPI des eucaryotes. [29][30] Parallèlement à l'actinomycine D, d'autres produits chimiques inhibent également la transcription eucaryote. L'alpha-amanitine se lie aux sites catalytiques de l'ARNPII et III, inhibant ainsi la synthèse de l'ARN, [31] [18] tandis que la 8-hydroxyquinoléine chélate les cations bivalents, le manganèse et le magnésium, nécessaires au site catalytique de l'ARNP.[32]

4 Références[modifier | w]

  1. 1,0 1,1 et 1,2 (en) Hsieh Ml et Borger J, « Biochemistry, RNA Polymerase », sur PubMed, 2020 jan (PMID 31424796, consulté le 6 août 2020)
  2. Michel Werner, Pierre Thuriaux et Julie Soutourina, « Structure–function analysis of RNA polymerases I and III », Current Opinion in Structural Biology, vol. 19, no 6,‎ , p. 740–745 (ISSN 0959-440X, DOI 10.1016/j.sbi.2009.10.005, lire en ligne)
  3. Nancy A Woychik et Michael Hampsey, « The RNA Polymerase II Machinery », Cell, vol. 108, no 4,‎ , p. 453–463 (ISSN 0092-8674, DOI 10.1016/s0092-8674(02)00646-3, lire en ligne)
  4. P. Cramer, « Structural Basis of Transcription: RNA Polymerase II at 2.8 Angstrom Resolution », Science, vol. 292, no 5523,‎ , p. 1863–1876 (ISSN 0036-8075 et 1095-9203, DOI 10.1126/science.1059493, lire en ligne)
  5. P A Kolodziej, N Woychik, S M Liao et R A Young, « RNA polymerase II subunit composition, stoichiometry, and phosphorylation. », Molecular and Cellular Biology, vol. 10, no 5,‎ , p. 1915–1920 (ISSN 0270-7306 et 1098-5549, DOI 10.1128/mcb.10.5.1915, lire en ligne)
  6. Kentaro Kayukawa, Yasutaka Makino, Shingo Yogosawa et Taka-aki Tamura, « A serine residue in the N-terminal acidic region of rat RPB6, one of the common subunits of RNA polymerases, is exclusively phosphorylated by casein kinase II in vitro », Gene, vol. 234, no 1,‎ , p. 139–147 (ISSN 0378-1119, DOI 10.1016/s0378-1119(99)00164-x, lire en ligne)
  7. A. L. Gnatt, « Structural Basis of Transcription: An RNA Polymerase II Elongation Complex at 3.3 A Resolution », Science, vol. 292, no 5523,‎ , p. 1876–1882 (ISSN 0036-8075 et 1095-9203, DOI 10.1126/science.1059495, lire en ligne)
  8. Thomas A. Steitz, « A mechanism for all polymerases », Nature, vol. 391, no 6664,‎ , p. 231–232 (ISSN 0028-0836 et 1476-4687, DOI 10.1038/34542, lire en ligne)
  9. 9,0 et 9,1 V. Sosunov, « Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase », The EMBO Journal, vol. 22, no 9,‎ , p. 2234–2244 (ISSN 1460-2075, DOI 10.1093/emboj/cdg193, lire en ligne)
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